terça-feira, 8 de novembro de 2016

ARTICULAÇÃO DO JOELHO




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http://www.wgate.com.br/conteudo/medicinaesaude/fisioterapia/traumato/lesao_meniscal/lesao_meniscal.htm


sábado, 24 de outubro de 2015

ESFREGAÇO SANGUÍNEO

Técnica de Preparação de Esfregaço (Distendido)



a) Trabalhar sobre superfície plana e horizontal.

b) Colocar uma pequena gota de sangue na parte central da lâmina de vidro a 1,5 cm da extremidade fosca ou da etiqueta.

c) Colocar a Lâmina com a face para cima sobre a superfície plana.

d) Com a borda estreita da lâmina em contato com a gota de sangue, formando um ângulo de 50º, espalhar o sangue com um movimento rápido, para formar uma camada delgada de sangue sem atingir a extremidade da lâmina.

e) Deixar secar na mesma posição horizontal.

f) Usar etiqueta adesiva para identificação.

g) O sangue pode ser espalhado também da seguinte maneira: Retirar com a extremidade da própria lâmina espalhadora a gota de sangue. Colocar a extremidade que contém o sangue em contato com a parte central da lâmina em posição horizontal e antes que o sangue, por capilaridade, atinja as bordas laterais da lâmina espalhadora formando um ângulo de 50º, faz-se o deslocamento rápido para formar a camada fina de sangue sem atingir a extremidade da lâmina.


ANTICOAGULANTES

 - São substâncias que evitam a coagulação do sangue.

Os tubos estão disponíveis em uma variedade de tipos e tamanhos. Os tubos podem ser estéreis ou não. As tampas coloridas demonstram claramente qual o anticoagulante contido no tubo, ou se não há anticoagulante.

Cor da Tampa

Anticoagulante

Exemplos de Uso

Vermelha

Nenhum

Exames que requerem soro. Ex: (bioquímica e sorologia.

Lilás

EDTA

hematologia e Tipagem sanguinea.

Azul Claro

Citrato de Sódio

Exames de coagulação (TAP, TTPa, Fibrinogênio)

Cinza

Fluoreto de Sódio

Glicose (impede a glicólise)

Verde

Heparina

Alguns exames especiais.

ANTICOAGULANTES

Como já foi citado antes, os anticoagulantes são substâncias usadas para prevenir a coagulação e retardar a deterioração do sangue. A escolha do anticoagulante e da sua quantidade é importante. Escolhido impropriamente interfere com as investigações bioquímicas como o EDTA potássico na dosagem do potássio e o oxalato de amônio na dosagem da ureia. O excesso de anticoagulante líquido dilui o sangue interferindo nas determinações quantitativas.

Alguns anticoagulantes se prestam melhor à hematologia pelas suas propriedades conservadoras da morfologia celular e dos componentes do plasma, especialmente os fatores da coagulação.

O EDTA apresenta propriedade conservadora das células sanguíneas. Impede a aglutinação das plaquetas no sangue. Não deve ser usado para o tempo de protrombina e testes de função plaquetária. O EDTA impede a coagulação ao formar quelatos com o cálcio.

A Heparina inibe a formação de trombina, impedindo a conversão de fibrinogênio em fibrina. Não altera a morfologia e o tamanho celular.

O citrato de sódio é utilizado como anticoagulante nas transfusões de sangue e no estudo da coagulação quando em solução aquosa a 3,8% ( Atividade de protrombina, PTT e fibrinogênio).

Para as transfusões sanguíneas o citrato é combinado com outras substâncias formando o ACDF (ácido cítrico, citrato de sódio, dextrose e fosfato monossódico)














domingo, 4 de outubro de 2015

VHS (VELOCIDADE DE HEMOSSEDIMENTAÇÃO GLOBULAR)

O que significa um VHS (velocidade de hemossedimentação) elevado?

O VHS é um dos exames mais utilizados por um reumatologista. O que significa o VHS? Em que situações ele está elevado? Quais as implicações desta elevação? Confira estas e outras respostas abaixo.
Velocidade de Hemossedimentação VHS

O que é o VHS?

VHS vem de Velocidade de Hemo-Sedimentação. “Hemo” (αίμα), em grego, significa sangue, e sedimentação, é a precipitação de partículas sólidas suspensas em um líquido pela ação da gravidade. Ao pé da letra, VHS significa a velocidade com que os glóbulos vermelhos se separam do “soro” e se depositam no fundo, se um tubo de sangue (com anti-coagulante) é deixado parado (veja figura). Os glóbulos vermelhos (hemácias), que têm a forma de “balas soft”, vão sendo puxadas para baixo pela gravidade e tendem a se aglomerar no fundo do tubo. No entanto as hemácias são cobertas por cargas elétricas negativas e, quando elas vão se aproximando no fundo, repelem-se umas às outras, como cargas iguais de íons. Essa força magnética de repulsão se contrapõe à gravidade, e naturalmente diminui a velocidade com que as hemácias caem. No entanto, se junto com as hemácias, nadando no plasma, haja outras estruturas de cargas positivas, estas vão anular as cargas negativas das hemácias e também a repulsão magnética entre elas, permitindo sua aglutinação. Neste caso a gravidade age sozinha e a velocidade com que elas caem (velocidade de hemossedimentação) é acelerada. O VHS é expresso como o número de milímetros que o sangue sedimentou (no tubo) no espaço de 1 hora (mm/h).


VHS

 

O que mede o VHS?

 

Muitas proteínas concentram cargas positivas em um lado e negativas em outro (assimetria de cargas). A parte positiva destas proteínas tem o mesmo efeito sobre as hemácias. Diversas proteínas produzidas pelo corpo durante infecções ou inflamações (proteínas de fase ativa, principalmente o fibrinogênio) são assim. Portanto VHS é um jeito indireto de medir a presença inflamação ou infecção no corpo.

Em que condições o VHS está elevado?

Como acima descrito, em situações onde há inflamação/ infecção existe a produção de proteínas (de fase ativa) que elevam a velocidade de hemossedimentação. Mas outras proteínas também são capazes de alterar a velocidade da queda das hemácias. Fibrinogênio (necessário para a coagulação e produzido em excesso na gravidez), imunoglobulinas (anticorpos) e paraproteínas (produzidas por cânceres do sangue) são exemplos. Além disso, a diluição do sangue (gravidez, insuficiência cardíaca, insuficiência renal) diminui a viscosidade e separa as cargas repulsivas elevando o VHS. Uma das principais proteínas do plasma sanguíneo chama-se albumina. Ela também tem carga negativa, portanto quando sua concentração cai (falência hepática, perda renal ou intestinal) “sobra” proporcionalmente mais cargas positivas para anular as hemácias, elevando o VHS. Outro mecanismo de elevação do VHS consiste na diminuição do número de hemácias (anemia) ou alteração da forma das mesmas (anemia falciforme). A obesidade, o diabetes mellitus, o sexo e a idade são fatores que também influenciam o VHS.Qual é o valor normal para o VHS?
O VHS varia de acordo com a idade, sexo e método de aferição. Pode haver variações entre os valores normais de laboratório para laboratório, mas de maneira geral os valores normais podem ser aproximadamente expressos pela seguinte fórmula:

Homens

.      Valor normal = idade/2

Mulheres

.     Valor normal = (idade+10)/2

Crianças:

.      Valor normal =~ 3-13 mm/h


Fontes:
http://www.reumatologiaavancada.com.br/patologias/vhs/
http://medsimples.com/velocidade-de-hemossedimentacao-vhs/



sexta-feira, 18 de setembro de 2015

COLETA DE SANGUE VENOSO

É o sangue que circula da periferia para o centro do sistema circulatório, que é o coração. É conseguido pela punção venosa que fornece quantidade apreciável de sangue usado nos exames hematológicos e bioquímicos.

Locais de punção: fossa cúbita (dobra do cotovelo), dorso da mão e dorso do pé.


Fonte: NETTER, Frank H.. Atlas de Anatomia Humana. 2ed. Porto Alegre: Artmed, 2000.



Procedimento:

- Preparar a seringa, agulha, algodão e o tubo apropriado.

- Colocar o braço do paciente no suporte

- Garrotear o braço quatro dedos acima da fossa antecubital

- Sentir com as digitais a veia do paciente

- Introduzir a agulha com o bisel voltado pra baixo

- Afrouxar o garrote assim que o sangue começar a sair.


- Retirar a quantidade de sangue desejado

- retirar a agulha

- Pressionado o algodão para o estancamento do sangue

- Importante não deixar o paciente dobrar o braço.

- Retirar a seringa e colocar o sangue no tubo de maneira que escorra pelas paredes do tubo, para evitar a hemólise.

- Homogeneizar

Coleta de sangue capilar

É conseguido pela punção no calcanhar em crianças, na margem livre do lóbulo da orelha e na face palmar do dedo da mão.

Procedimento:

- Fazer assepsia do local com álcool;

- Esperar secar e introduzir no local da punção uma lanceta (descartável e estéril);

- Permitir o escoamento livre do sangue e não espremer para que não haja diluição do sangue com a linfa (liquido tissular) e sempre desprezar a primeira gota, pois contendo liquido tissular e material exógeno;

- Realizar a coleta com tubo capilar com ou sem anticoagulante apenas tocando na gota de sangue;

- Pressionar o local da punção com um pedaço de algodão embebido com álcool até cessar o sangramento.

Coleta de sangue á vácuo




O sistema de coleta a vácuo consiste de uma agulha, um adaptador tubo-agulha e o tubo de coleta.

Os tubos de coleta com vácuo são produzidos para determinados volumes de sangue, que é determinado pelo tamanho do tubo e seu vácuo. Tubos com várias capacidades estão disponíveis desde 2 mL até acima de 20 mL.

Muitos tubos de coleta com vácuo contêm aditivos ou anticoagulantes utilizados para coletar amostras para diferentes análises. A cor da tampa do tubo de coleta é codificada para definir se existe algum aditivo ou anticoagulante ou não. As cores usadas em geral são:

- Tampa vermelha: Sem anticoagulantes é utilizado na coleta de sangue para a obtenção de soro para bioquímica e sorologia.

- Lavanda: Adicionado de anticoagulante EDTA sódico ou potássio. Obtém-se sangue total para a hematologia.

- Azul: Adicionado de anticoagulante citrato de sódio para obtenção de plasma para provas de coagulação

- Verde: Adicionado de heparina para a obtenção de plasma para testes bioquímicos.

- Cinza: Adicionado fluoreto de potássio (inibe a glicólise) para a obtenção de plasma para a determinação da glicose.


Procedimento:

- Preparar a o suporte para tubos a vácuo com o tubo apropriado.

- Fazer a assepsia unidirecionalmente do local desejado utilizado um algodão umedecido com álcool 70%.

- Colocar o garrote com força moderada a uma distância de mais ou menos 4 dedos da fossa ante cubital.

- Introduzir a agulha na veia desejada utilizando o suporte de tubo a vácuo

- Introduzir o tubo a vácuo, quando atingir a quantidade desejada, retirar o tubo a vácuo do suporte, soltar o garrote assim que o sangue começar a entrar no tubo a vácuo do suporte.

- Quando atingir a quantidade desejada, retirar o tubo a vácuo do suporte, e em seguida retirar a agulha e colocar um algodão seco no local puncionado, pressionando levemente e evitando dobrar o braço.

- Tampar a agulha retirando-a do suporte e descartá-la.

Tubos de Coleta e Anticoagulantes

ANTICOAGULANTES - São substâncias que evitam a coagulação do sangue.

Os tubos estão disponíveis em uma variedade de tipos e tamanhos. Os tubos podem ser estéreis ou não. As tampas coloridas demonstram claramente qual o anticoagulante contido no tubo, ou se não há anticoagulante.

Cor da Tampa

Anticoagulante

Exemplos de Uso

Vermelha

Nenhum

Exames que requerem soro. Ex: (bioquímica e sorologia.

Lilás

EDTA

hematologia e Tipagem sanguinea.

Azul Claro

Citrato de Sódio

Exames de coagulação (TAP, TTPa, Fibrinogênio)

Cinza

Fluoreto de Sódio

Glicose (impede a glicólise)

Verde

Heparina

Alguns exames especiais.

ANTICOAGULANTES

Como já foi citado antes, os anticoagulantes são substâncias usadas para prevenir a coagulação e retardar a deterioração do sangue. A escolha do anticoagulante e da sua quantidade é importante. Escolhido impropriamente interfere com as investigações bioquímicas como o EDTA potássico na dosagem do potássio e o oxalato de amônio na dosagem da ureia. O excesso de anticoagulante líquido dilui o sangue interferindo nas determinações quantitativas.

Alguns anticoagulantes se prestam melhor à hematologia pelas suas propriedades conservadoras da morfologia celular e dos componentes do plasma, especialmente os fatores da coagulação.

O EDTA apresenta propriedade conservadora das células sanguíneas. Impede a aglutinação das plaquetas no sangue. Não deve ser usado para o tempo de protrombina e testes de função plaquetária. O EDTA impede a coagulação ao formar quelatos com o cálcio.

A Heparina inibe a formação de trombina, impedindo a conversão de fibrinogênio em fibrina. Não altera a morfologia e o tamanho celular.

O citrato de sódio é utilizado como anticoagulante nas transfusões de sangue e no estudo da coagulação quando em solução aquosa a 3,8% ( Atividade de protrombina, PTT e fibrinogênio).

Para as transfusões sanguíneas o citrato é combinado com outras substâncias formando o ACDF (ácido cítrico, citrato de sódio, dextrose e fosfato monossódico)















Confecção do esfregaço sanguíneo

A confecção de um bom esfregaço sanguíneo é indispensável a obtenção de corretos resultados e pode ser feita com sangue com anticoagulante ou sem anticoagulante. Considera-se como esfregaço erradamente confeccionado os curtos demais, os finos demais, os com parte de gota sanguínea deixada na cabeça sem estirar, os com paradas e recomeço e aqueles que não deixam margem lateral. As lâminas para o esfregaço devem estar perfeitamente limpas, sem gordura e polidas.




Técnica de Preparação de Esfregaço (Distendido)



a) Trabalhar sobre superfície plana e horizontal.

b) Colocar uma pequena gota de sangue na parte central da lâmina de vidro a 1,5 cm da extremidade fosca ou da etiqueta.

c) Colocar a Lâmina com a face para cima sobre a superfície plana.

d) Com a borda estreita da lâmina em contato com a gota de sangue, formando um ângulo de 50º, espalhar o sangue com um movimento rápido, para formar uma camada delgada de sangue sem atingir a extremidade da lâmina.

e) Deixar secar na mesma posição horizontal.

f) Usar etiqueta adesiva para identificação.

g) O sangue pode ser espalhado também da seguinte maneira: Retirar com a extremidade da própria lâmina espalhadora a gota de sangue. Colocar a extremidade que contém o sangue em contato com a parte central da lâmina em posição horizontal e antes que o sangue, por capilaridade, atinja as bordas laterais da lâmina espalhadora formando um ângulo de 50º, faz-se o deslocamento rápido para formar a camada fina de sangue sem atingir a extremidade da lâmina.




terça-feira, 15 de setembro de 2015

PROTOCOLO PARA AULA PRATICA DE OBSERVAÇÃO DE CÉLULAS DE MUCOSA BUCAL.

Material:
·         Lâminas de vidro para microscopia
·         Placas de Petri com lamínulas
·         Béquer para descarte cotonetes
·         Béquer para descarte cotonetes usados
·         Papel higiênico fino e macio
·         Pipetas Pasteur
·         Corante azul de metileno 0,5%*
·         Pissetas para água
·         Béquer com Álcool 70% (tamanho suficiente para a lâmina mergulhada em pé)
·         Papel toalha cortado em tiras de aproximadamente
·         Pedaços de papel para cobrir a bancada
·         Microscópios

Procedimento:
1. Com um cotonete raspar, levemente, a parte interna da bochecha.
2. Fazer um esfregaço espalhando sobre uma lâmina de vidro o material raspado da bochecha.
3. Fixar o material mergulhando a lâmina com o esfregaço em álcool 70%.
4. Aguardar 2 minutos.
5. Retirar a lâmina do álcool e escorrer o excesso de líquido em um pedaço de papel filtro.
6. Colocar a lâmina sobre a placa de petri e pingar, sobre a região do esfregaço, uma gota de azul de metileno.
7.  Aguardar 2 minutos.
8. Com o auxílio de uma pisseta, remover o excesso de azul de metileno, jogando sobre a lâmina um jato de água.
9.  Com o auxílio da pipeta Pasteur pingar uma gota de água sobre a região do esfregaço.
10.  Cobrir a preparação com uma lamínula.
11. Retirar as bolhas de ar pressionando levemente a lamínula com um cotonete limpo.
12. Colocar a preparação sobre um pedaço de papel filtro dobrado.
13. Pressionar levemente para retirar o excesso de líquido.
14. Observar ao microscópio o material, usando a objetiva de 10x e em seguida a de 40x. Girar vagarosamente o micrométrico para obter o melhor foco. Fazer um desenho das células observadas.
 OBS..: Se você dispor utilize swabes ao invés de cotonetes, são mais adequados.


quarta-feira, 26 de agosto de 2015

COLORAÇÃO DE ZIEHL-NEELSEN - BAAR

INTRODUÇÃO

            Através desta coloração, podemos visualizar as micobactérias, que possuem na sua parede celular uma grande concentração de lipídeos, devido à presença de ceras e ácidos graxos (ácidos micólicos), o que dificulta a sua visualização através das colorações tradicionais.

UTILIZAÇÃO
1)    Diagnóstico bacterioscópico de micobactérias
1.1)       Colheita do material clínico:
-       Tuberculose: escarro; urina; leite; biópsia (de acordo com a localização).

OBS: O escarro deve ser colhido pela manhã por causa do grande acúmulo, e deve conter o mínimo de saliva possível. Devem ser colhidas três amostras por paciente, em recipiente descartável.
-       Hanseníase: raspado de lesão; secreção nasal; gota de sangue do lóbulo da orelha.

1.1)       Aplicação:
-       Busca de casos (início rápido da quimioterapia)
-       Eficiência da quimioterapia
OBS: Este método de coloração possui baixa sensibilidade (mínimo de 10 bac/ml) e grande especificidade.

  • Para veterinária:
Mycobacterium bovis – Tuberculose bovina. Também pode ser transmitida ao homem, através do leite não pasteurizado.
Patogenia:
Bacilos ingeridos → mucosa da orofaringe e trato digestivo → nódulos mesentéricos → outros tecidos.

EXECUÇÃO
A coloração de Ziehl-Neelsen é realizada utilizando os seguintes métodos:
a)    lâmina fixada pelo calor;
b)    cobrir o esfregaço com fucsina fenicada;
c)    aquecer em chama até emitir vapores. A partir disto, iniciar a contagem de cinco minutos;
d)    lavar a lâmina em água, suavemente;
e)    colocar álcool-ácido clorídrico, até que não se desprenda mais corante (cerca de dois minutos);
f)     lavar a lâmina com água;
g)    cobrir o esfregaço com azul-de-metileno (durante trinta segundos);
h)   lavar a lâmina com água;
i)     deixar secar e observar ao microscópio com a objetiva de imersão.



RESULTADOS
  • Bactérias álcool ácido resistentes (BAAR): vermelho
  • Bactérias não-álcool ácido resistentes (BNAAR): azul 

Bactérias não-álcool ácido resistentes (BNAAR): azul

Soluções em ordem de aplicação
BAAR
BNAAR
Fucsina de Ziehl
Bactérias coradas em vermelho
Bactérias coradas em vermelho
Álcool-ácido clorídrico
A fucsina se fixa nos lipídeos complexos e não abandona a célula, que permanece vermelha
A fucsina não se fixa nos componentes da parede celular e abandona a célula, que permanece sem corante em seu interior
Azul-de-metileno
A célula não é afetada e permanece vermelha
A célula adquire o corante, tornando-se azul


DIAGNÓSTICO
Ausência de BAAR em 100 campos                  -
< 1 BAAR em 100 campos                                   +
1-10 BAAR em 50 campos                                   ++
> 10 BAAR em 20 campos                                   +++




TB Culture.jpg
                     cultura em placa de petry 

FONTES:
http://icb.ufmg.info/mic/diaadia/wp-content/uploads/2012/10/Colora%C3%A7%C3%A3o-ziehlnielsen.pdf
http://www.laborclin.com.br/produtos/620500/620522_bl.pdf

domingo, 23 de agosto de 2015

TÉCNICAS DE SEMEADURA E MEIOS DE CULTURA




UNIDADE 1: Técnicas assépticas e semeadura de bactérias em meios de cultura

OBJETIVOS: Ao final da pratica o aluno deverá ser capaz de:

Executar e entender o fundamento das principais técnicas assépticas na pratica de bacteriologia incluindo:
Manobras na zona de segurança ao redor do bico de Bunsen;
Esterilização (flambagem) de alças e agulhas bacteriológicas;
Abertura correta de tubos de ensaio com rolhas de algodão;
Abertura de placas de Petri;
Flambagem da boca de tubos e frascos estéreis
Executar semeadura em meio líquido;
Executar a semeadura em meio sólido pela técnica do esgotamento;
Descrever as características morfológicas de uma colônia.


  USO DO BICO DE BUNSEN NO LABORATÓRIO DE BACTERIOLOGIA:

            O bico de Bunsen é freqüentemente utilizado nos laboratórios de bacteriologia para evitar a contaminação do manipulador, do material esterilizado ou de culturas de microrganismos. Com poucas exceções devemos empregar técnicas assépticas durante o trabalho em bacteriologia, a fim de evitar a penetração ce um microrganismo num local que não o contenha.

ZONA DE SEGURANÇA DO BICO DE BUNSEN


            A zona de segurança do bico de Bunsen corresponde a uma região de aproximadamente 10 cm de raio em torno do bico de Bunsen, onde o ar aquecido tende a formar uma corrente no sentido de baixo para cima, evitando que microrganismos que estejam em suspensão no ar penetrem e contaminem esta área. È somente nesta zona que os tubos ou os recipientes com meios de cultura estéreis ou com material a ser inoculado, deverão ser abertos ou manipulados. Qualquer outro material deverá ser mentido nesta área, para ser preservada sua esterilidade. As manipulações devem ser feitas, preferencialmente, por trás da chama do bico de Bunsen.

   ALÇAS E AGULHA BACTERIOLÓGICAS

As alças e agulhas bacteriológicas são feitas de fio de platina (ou níquel-cromo), de calibre 24 a 26, fixados a um suporte. Nas alças, o fio de platina é fechado na extremidade em forma circular, com um diâmetro de 2 a 3 mm. Os fios de níquel-cromo, de custo menor, são adequados para certos tipos de trabalhos, apresentando as vantagens de aquecimento e resfriamento rápidos.


Para a esterilização de alças e agulhas bacteriológicas as mesmas devem ser deixadas em contato com a chama esterilizante até o ponto de incandescência (até ficarem rubras). Durante a flambagem estes materiais devem ser mantidos em posição vertical à chama do bico se Bunsen, movendo-se rapidamente o suporte da alça para dentro da chama, de maneira que alguns centímetros do suporte também sejam flambados ligeiramente. Recomenda-se esterilizar o material sempre no sentido do cabo para a extremidade da alça ou agulha e deixa-lo esfriar em seguida na zona de segurança do bico de Bunsen.

TÉCNICAS DE INOCULAÇÃO


Serão realizadas as seguintes técnicas de inoculação:

   Cultura          ð Meio líquido (caldo simples)
Meio líquido
  ò       ø    Meio sólido (ágar inclinado)

Meio sólido em placa



ATENÇÃO!!!!

            As seguintes normas devem ser seguidas nas inoculações dos meios de cultura:

q       O fio e a alça de platina devem ser flambados antes e depois de qualquer inoculação, ou seja, devem ser aquecidos ao rubro na chama esterilizante. Para a coleta do inoculo, devem ser chama esterilizante. Para a coleta do inoculo, devem ser esfriados na parte interna do recipiente com o meio de cultura; os recipientes (tubos de ensaio, placas de Petri, etc.) com meio de cultura sempre ser abertos próximo ao bico de Bunsen;
q       A boca dos tubos de ensaio deve ser aquecida depois de retirada e antes da colocação da tampa. A tampa nunca deve ser colocada sobre a bancada, sendo retirada e mantida segura pelo dedo mínimo da mão direita durante a inoculação;
q       Evitar introduzir a alça quente dentro da amostra, porque isso pode causar a contaminação do ambiente pela formação de aerossóis e a morte dos microrganismos que se encontram na amostra devido ao intenso calor desprendido pela alça.
 

A)TÉCNICA DE SEMEADURA EM MEIO LÍQUIDO:

q       Flambar a alça e deixar esfriar;
q       Retirar a tampa (de rosca ou tampão de algodão) do tubo e retirar com a lça uma porção de amostra;
q       Fechar o tubo que contém a amostra;
q       Retirar a tampa do tubo que vai ser inoculado
q       Introduzir a alça até aproximadamente ¼ de profundidade  do meio;
q       Fechar o tubo.


B) TÉCNICA DE SEMEADURA EM MEIO SÓLIDO EM TUBO (ÁGAR INCLINADO):

q       Flambar a alça e deixar esfriar;
q       Retirar a tampa (de rosca ou tampão de algodão) do tubo e retirar com a alça uma porção de amostra;
q       Repor a tampa no tubo que contém a amostra;
q       Retirar a tampa do tubo que vai ser inoculado;
q       Introduzir a alça até a base da superfície do meio inclinado, passando-a ao longo da sua superfície em movimentos de zig-zag;
q       Fechar o tubo.



C) TÉCNICA DE SEMEADURA DE MEIO SÓLIDO EM PLACA (ESGOTAMENTO):

            Esta técnica é usada fundamentalmente para se obter (isolar) culturas puras de amostras que contenham microbiota mista, sendo igualmente útil para o estudo da morfologia colonial. A superfície do ágar nas placas deve ser lisa e úmida, porém sem umidade excessiva, uma vez que isso poderia ocasionar um crescimento confluente.
            A técnica de esgotamento em placa consiste em depositar sobre um ponto da superfície do meio uma alíquota do material e depois espalha-lo em dois ou três setores, com o auxílio de alça bacteriológica, sem recarregá-la, de modo a obter quantidades progressivamente menores do material, e assim formando colônias perfeitamente isoladas.
            O sucesso da semeadura está em:

ü      Grande número de estrias
ü      Não perfurar o meio
ü      Não voltar a alça pela parte já estriada
ü      Pegar pequena quantidade de material para semear.

 Cultura de bactéria Klebsiella pneumoniae em uma placa de Petri

UNIDADE 2: Meios de cultura para bactérias



            Os meios de cultura destinam-se ao cultivo artificial (in vitro) dos microrganismos. Estes meios fornecem princípios nutritivos indispensáveis ao seu crescimento. Qualquer meio de cultura deverá sempre apresentar: uma fonte de carbono orgânico, uma fonte de nitrogênio orgânico, sais minerais, vitaminas, água, tensão osmótica adequada e pH adequado.


            Podemos classificar os meios de cultura em diversos tipos de acordo com a:


1 – Composição química

  • Sintéticos:  são meios quimicamente definidos
  • Complexos: são quimicamente indefinidos; constituídos por substâncias provenientes da natureza


2 – Função

  • Enriquecidos: são meios sólidos ou líquidos, adicionados de um ou mais constituintes para permitir o crescimento de bactérias mais exigentes (ex.: Ágar Sangue).
  • Enriquecimento: são meios líquidos que inibem o crescimento de certas espécies bacterianas e estimulam o crescimento de outras.
  • Seletivo-indicador: são meios sólidos que inibem o desenvolvimento de certas espécies bacterianas e permitem o desenvolvimento de outras, dando informações sobre as espécies que estão sendo cultivadas (ex.: Ágar Manitol Salgado, Ágar E.M.B).
  • Manutenção: são meios empregados para a estocagem de culturas em laboratório, uma vez que mantém as características fisiológicas e a viabilidade das bactérias durante longo tempo (ex.: Ágar Nutriente, Meio de Glicerol, meios semi-sólidos para estocagem).
  • Meio de identificação: são meios que possuem substâncias que evidenciam uma característica que permita separar um grupo ou uma espécie de microrganismo.


3- Consistência

  • Sólidos: contém 1,5 a 3,0% de ágar
  • Semi-sólidos: contém 0,5 a 1,0% de ágar
  • Líquidos: contém até 0,1% de ágar

 Fontes: http://www.uff.br/bacteriologia/aulaspraticas/tecnicasdesemeadura.htm

quarta-feira, 19 de agosto de 2015

COLORAÇÃO DE GRAM

Método de Gram
Fundamento ou princípio:    O  cristal  violeta  e  o  lugol  penetram   tanto  nas GRAM  positivas  como  nas  GRAM  negativas, formando  um  complexo  roxo (iodo-para-rosanilina) .  O  tratamento  com  álcool - acetona é a  etapa  diferencial .  O  álcool- acetona não retira  o  complexo ROXO das  Gram  positivas  e extrai das Gram  negativas  descorando-as.   O tratamento  com  fucsina   não  cora  as  bactérias  Gram  positivas
e  as  Gram  negativas  que  perderam o iodo- para- rosanilina  aparecem  em  VERMELHO. 

                                                 TÉCNICA DE GRAM

1.    Cobrir o esfregaço com CRISTAL VIOLETA (VIOLETA DE GENCIANA)
                                             1 MINUTO
2.    Verter o excesso na pia. Cobrir com LUGOL. 1 minuto
3.    Lavar na pia. Descorar com álcool- acetona.
4.    Lavar na pia. Cobrir com FUCSINA DE GRAM ou safranina. 30 segundos
5.    Lavar. Secar. Examinar com objetiva de 100x. Colocar 1 gota de óleo.

Resultados:

Avaliar MORFOLOGIA CELULAR E ARRANJO
Avaliar a resposta ao método de Gram:
Gram positivas = roxas
Gram negativa= vermelhas ou rosa.


                        

domingo, 2 de agosto de 2015

GRAVIDEZ ECTÓPICA


Gravidez Ectópica- Uma gravidez ectópica tipicamente ocorre em uma das tubas uterinas.. Esse tipo de gravidez ectópica é conhecida como gravidez tubária. .
Uma gravidez ectópica não pode prosseguir normalmente. O ovo fertilizado não sobrevive, e o feto em crescimento pode destruir várias estruturas maternas. Se não for tratada, há o risco de hemorragias, que podem ser fatais. O tratamento precoce de uma gravidez ectópica pode ajudar a preservar a fertilidade.

Gravidez Ectópica.