ERROS BÁSICOS NA PRÁTICA HISTOLÓGICA

Os procedimentos servem como referência para os profissionais da área
Fonte: http://www.fiocruz.br/ioc/cgi/cgilua.exe/sys/start.htm?infoid=1723&sid=32

Tecnologista do Laboratório de Patologia há 27 anos, Luzia Caputo participa dos cursos de capacitação promovidos pelo IOC há mais de duas décadas e assina o roteiro do filme ao lado do pesquisador Pedro Paulo de Abreu Manso. Conhecedora dos desafios e das demandas da categoria, ela aponta os erros básicos que os tecnologistas cometem. “Já vi tecidos acondicionados em água e soro fisiológico, que não preservam, ou em formol puro, que danificam. A falha mais comum diz respeito à quantidade insuficiente de líquido fixador. É regra básica que o volume deve ser 20 vezes maior do que o da amostra”, explica.

A falta de domínio da técnica pode invalidar a amostra, submetendo o paciente a mais procedimentos 
Fonte:http://www.fiocruz.br/ioc/cgi/cgilua.exe/sys/start.htm?infoid=1723&sid=32

A falta de domínio da técnica pode invalidar a amostra, submetendo o paciente a mais procedimentos.
Ela faz, ainda, uma ressalva: os histo tecnologistas não são os únicos profissionais responsáveis pela manipulação dos materiais. Em cirurgias para biópsia, por exemplo, técnicos de enfermagem, enfermeiros ou o próprio médico realizam os procedimentos de preservação e fixação do tecido. “Se a pessoa não recebeu treinamento ou se aquela tarefa não faz parte de sua rotina, as chances de cometer um erro são ainda maiores”, afirma. Atribuir a função do histo tecnologista a outros profissionais é um dos diversos problemas acarretados pela falta de regulamentação do setor. Embora existam mais de nove mil pessoas trabalhando como técnicas em histologia, a profissão ainda não é reconhecida pelo Ministério do Trabalho.
Segundo o presidente da Sociedade Brasileira de Histo tecnologia (SBH), Joaquim Soares de Almeida, o projeto de lei nº 2090/91, que contempla as reivindicações da classe, está em tramitação em Brasília. Para Almeida, a falta de uma regulamentação também abre brechas para que empresas e laboratórios contratem pessoas sem capacitação para exercer as atividades de técnico sob funções como laboratorialista ou analista de laboratório. “Muitas vezes, essas empresas não têm estrutura e, além de prestarem um mau serviço, submetem seus funcionários a riscos biológicos e químicos, que eles nem sabem que estão correndo”, assinala. De acordo com Luzia, até mesmo os laboratórios e centros de pesquisa comprometidos com a qualidade têm dificuldades para contratar técnicos capacitados. “A saída é chamar biólogos e biomédicos, profissionais que tampouco receberam a formação adequada para exercer a função”, analisa.

Pele colorada vista ao microscópio
Fonte: http://www.fiocruz.br/ioc/cgi/cgilua.exe/sys/start.htm?infoid=1723&sid=32 

ETAPAS PARA PREPARAÇÃO DE LÂMINAS HISTOLÓGICAS

Etapas na preparação de lâminas histológicas contendo tecidos ou órgãos

Material cortado e colocado no cassete para o processamento.

FIXAÇÃO: Utiliza-se formol a 10%. Esta substância tem como característica evitar o processo de autólise da célula, impedir a destruição do tecido por procariontes, endurecer o material para melhor tratamento posterior e aumentar a capacidade de coloração do material. O tempo de fixação pode variar entre 12 e 24 horas, dependendo do material a ser processado e a sua finalidade posterior.


  Material em cassetes plásticos e mergulhados no frasco contendo formol a 10%.

 DESIDRATAÇÃO – O material é mergulhado em frascos contendo álcool de concentrações crescentes de álcool a 85%; 95%. Absoluto I, Absoluto II, Absoluto III. O álcool absoluto correponde a 99% de pureza.


 Bateria de álcool para desidratação. O frasco 1 corresponde a maior proporção água/álcool e o frasco 5 e menor proporção (absoluto).

 DIAFANIZAÇÃO OU CLAREAMENTO – Utiliza-se Xilol para permitir melhor a penetração de parafina na peça, num total de 3 banhos de xilol.


Bateria de frascos com xilol.

 INCLUSÃO: O material em recipientes contendo parafina líquida a 60º C e colocado em estufa na mesma temperatura, num total de 3 banhos de parafina, cada um com duração de 30 minutos cada. Em seguida, faz-se a inclusão propriamente dita, derramando-se numa forma plástica a parafina com o material.


Peças dentro de fracos de vidro contendo parafina no interior da estufa a 60º C dentro.

MICROTOMIA: Os blocos de parafina são cortados para a obtenção de cortes da material, utilizando-se para isso o aparelho denominado micrótomo. Os cortes tem a espessura de 5 a 6 micrômetros.





Corte do bloco em tiras de 6 micrômetros de espessura.
“BANHO-MARIA”: Os cortes são distendidos em água aquecida a 56º C em aparelho aquecedor com termostato para evitar microdobras no material.


 Cortes do material pronto para serem distendidos em água aquecida.





PESCAGEM: Consiste em mergulhar a lâmina na água e coletar o material esticado sobre a lâmina. Em seguida a lâmina é colocada sobre uma platina aquecedora para que seja feita a secagem, a fusão da parafina impregnada no tecido e evitar o aparecimento de microdobras.


Corte sendo pescado sobre a lâmina de vidro.

Lâminas de vidro com os cortes já distendidos sobre a platina aquecedora.

COLORAÇÃO: Processa-se através dos seguintes passos:
 – Desparafinar em xilol durante 10 min.
 – Hidratar em álcool.
 – Imersão em álcool absoluto.
 – Imersão em álcool absoluto.
 – Imersão em álcool 95%.
 – Imersão em álcool 95%.
 – Lavar a lâmina em água corrente durante 3 min. mais ou menos.
 – Corar pela hematoxilina (corante básico) durante 5 min.
 – Lavar a lâmina em água corrente durante 5 min. mais ou menos.
 – Corar, pela eosina (corante ácido) durante 30 segundos.


Frascos de vidro com os principais corantes utilizados na confecção de lâminas histológicas.
 – Desidratar o corte em álcool
 – Imersão em álcool 95%
 – Imersão em álcool 95%
 – Imersão em álcool absoluto
 – Imersão em álcool absoluto
 – Diafanização ou clareamento.
 – Imersão em xilol
 – Imersão em xilol
 – Imersão em xilol
 MONTAGEM: Coloca-se uma gota de resina sintética (Entelan®) sobre o corte ou sobre uma lamínula. Esta é então, colocada e comprimida sobre o corte, de modo a espalhar-se a resina em fina camada entre a lâmina e lamínula.

 Lâmina e lamínula ( menor) limpas.

 Demonstração da adição da resina sintética sobre a lâmina para a montagem.
 SECAGEM: Tem a finalidade de secar a resina fixando a lâmina sobre a lamínula. Esta etapa pode ser feita em estufa a 37º C ou deixada em temperatura ambiente.

PROTOCOLO DE COLORAÇÃO PARA TÉCNICAS HISTOLÓGICAS

COLORAÇÃO AZUL DE TOLUIDINA

Colocar as lâminas em água destilada por 10 min

Azul de toluidina Merk ..................................2 min

Água corrente................................................5 min

Obs: Pode-se fazer uma lâmina teste para ver a coloração. Aumentar e diminuir o tempo de acordo com os resultados.

COLORAÇÃO PAS

Preparo de Soluções

Ácido Periódico:
Ac. Periódico...................................1g

200 ml de água destilada

HCl 1N:
HCl 37%...........................................80,4ml

Água destilada................................919,6ml

Água Sulfurosa:
Metabissulfito de sódio 10%...................36ml

HCl 1N.............................................30ml

Completar para 600ml com água destilada e Dividir em 3 frascos de 200ml cada

Reativo de Schiff
Fucsina Básica.................................2g

HCl 1N..........................................20ml

Metabissulfito de Sódio....................2g

Carvão Ativado.................................4g

Água destilada............................400ml

Técnica para preparar o Schiff:

Ferver a água destilada em um balão volumétrico ou erlemeyer

Remover do calor e adicionar a fucsina básica lentamente agitando (aprox. 5min)

Deixar esfriar para 50°C e adicionar o HCl. Filtrar

Esfriar para 25°C e adicionar o metabissulfito. Agitar bem (aprox. 1hora).

Envolver o recipiente em papel alumínio ou saco preto.

Deixar no escuro overnight.

No dia seguinte, adicionar o carvão e filtrar imediatamente. O filtrado deve se tornar incolor.

TÉCNICA PAS METACRILATO

Colocar as lâminas em água destilada por 10 minutos. Durante esse tempo, preparar o ácido periódico.

Ac. Periódico........................15 min

Água destilada.................. ...10 min

Reagente de Schiff..............45 min

Água Sulfurosa I ...................5 min

Água Sulfurosa II ...................5 min

Água Sulfurosa III ..................5 min

Lavar as lâminas em água corrente por 20 minutos.

Deixá-las na hematoxilina de Myers por 35 minutos.

Lavar novamente em água corrente por 10 minutos.

Secar e montar.

Tempo estimado: 3 horas

Obs: O tempo incubação no reagente de Schiff pode variar segundo a intensidade de coloração dos cortes.


TÉCNICA PAS PARAFINA

Xilol I.........10 min

Xilol II........10 min

Xilol III.......10 min

Álcool absoluto I............1 ou 2 min

Álcool absoluto II.................10 min

Álcool 95%............................5 min

Álcool 85%............................5 min

Álcool 70%............................5 min

Água Corrente.......................5 min

Ácido Periódico 0,5%..........15 min

Lavar em água corrente........5 min

Reativo de Schiff.................20 min (olhar se corou bem, caso não; deixar mais tempo)

Água Sulfurosa I...................5 min

Água Sulfurosa II..................5 min

Água Sulfurosa III.................5 min

Lavar em água corrente......20 min

Hematoxilina.........................5 min

Lavar em água corrente......30 min

Álcool 70%............................5 min

Álcool 85%............................5 min

Álcool 95%............................5 min

Absoluto I..............................5 min

Absoluto II............................10min

Absoluto III...........................15min

Xilol I.......................................5 min

Xilol II.....................................10min

Xilol III....................................15min


COLORAÇÃO DE Hematoxilina e Eosina em Parafina

Preparo de soluções:

Solução saturada de ácido pícrico
Ac. Pícrico............................... 1,3g

Água destilada........................ 100ml

Preparo da Eosina (fórmula Maristane)
Eosina amarelada.............................1,0g

Álcool Absoluto.................................10 ml

Bicromato de potássio.......................0,5 g

Água destilada...................................80ml

Solução saturada de ac. Pícrico.......10 ml

Dissolver a eosina em 10 ml de álcool absoluto.

Dissolver o bicromato em 80 ml de água e adicionar as soluções de ácido pícrico e de eosina.


Etapas

Xilol I........................10 min

Xilol II.......................10 min

Xilol III......................10 min

Álcool absoluto...1 ou 2 min

Álcool absoluto.........10 min

Álcool 95%.................5 min

Álcool 85%.................5 min

Alcool 70%.................5 min

Água corrente.............5 min

Hematoxilina.............20 min

Água Corrente..........20 min

Eosina.........................1 min

Álcool 85%.................mergulhar

Álcool 95%..............3 a 5 min

Álcool Absoluto.........10 min

Alcool Absoluto.........10 min

Álcool Absoluto.........15 min

Xilol I...........................5 min

Xilol II..........................5 min

Xilol III.........................5 min

Fonte: https://blogger.googleusercontent.com/img/b/R29vZ2xl/AVvXsEiJTU14QQzCppdOhTAoccsWfczRWu24t89PpwiButR_QNFKll5fROSU1B4P-WczZ3AsjKYVpnF13d215gxkqoxotEHMRF86yE2zS-SkowuI2TfPITHrVuxe8zWfvIYGHEE-6x1rBz2Ffcs/s1600/he.jpg

FONTES:

http://www.icb.ufmg.br/mor/pad-morf/coloracao.htm

http://www.fiocruz.br/ioc/cgi/cgilua.exe/sys/start.htm?infoid=1723&sid=32

http://2.bp.blogspot.com/_VyJBIvMWX04/ReHtSKoCzKI

TÉCNICA DE INCLUSÃO EM METACRILATO - PROTOCOLO

TÉCNICA DE INCLUSÃO EM METACRILATO
PROTOCOLO

Antes de incluir um material, deve-se lavá-lo em solução de PBS overnight ou três banhos de 15 minutos.

DESIDRATAÇÃO - METACRILATO

Álcool 50%.............................30 min

Álcool 70%.............................30 min

Álcool 70%.............................45 min

Álcool 80%.............................45 min

Álcool 95%.............................30 min

Álcool 95%.............................60 min

Álcool Absoluto......................30 min

Álcool Absoluto......................30 min

Álcool Absoluto .....................30 min (usar álcool Merck)

PRÉ-INFILTRAÇÃO

Resina de infiltração/álcool na proporção 1:1


INFILTRAÇÃO

Resina de infiltração nova - Colocar resina até um pouco acima para cobrir o corte

- Deixar na geladeira overnight

Preparo da resina de infiltração :
100 ml de Technovich e 1g de catalisador (misturar)


INCLUSÃO

Preparar a resina na hora e manter em gelo.

O volume de resina utilizada é de ~1,5ml/bloquinho


Preparo da resina de inclusão : 15 ml de solução infiltração e 1ml de enduredor

TÉCNICA DE INCLUSÃO EM PARAFINA


Álcool

50%..............................1h

70%..............................1h

85%..............................1h

95%..............................1h

100%............................1h

100%............................1h

100%............................1h ou overnight

Xilol

I ..................................1h

II..................................1h

III.................................1h


Infiltração em Parafina

I ..................................1 hora

II..................................1 hora

III.................................1 hora


Fontes:
http://www.icb.ufmg.br/mor/pad-morf/parafina.htm

PROTOCOLO DE SOLUÇÕES PARA PRÁTICAS HISTOLÓGICAS

RINGER BICARBONATO

Cloreto de sódio (NaCl)......................................9,0 g

Cloreto de potássio (KCl)....................................0,4 g

Cloreto de cálcio (CaCl 2.2H 20)............................0,167 g

Bicarbonato de sódio (NaHCO 3).........................0,2 g

Completar o volume com água destilada para 1 litro

Ajustar pH para 7,3/7,4

Filtrar a solução final

TAMPÃO FOSFATO 0,2M


SOLUÇÃO A

Fosfato de sódio monobásico (NaH 2PO 4.H 2O).............27,6g

H 2O destilada...................................1 litro

SOLUÇÃO B

Fosfato de sódio heptahidratado (Na 2HPO 4.7H 2O).....53,7g

H 2O destilada...................................1 litro

SOLUÇÃO FINAL

230 ml de solução A + 770 ml de solução B

GLUTARALDEÍDO 2,5% TAMPÃO FOSFATO 0,1M


Glutaraldeído 50%..................................50ml

Tampão fosfato 0,2 M..........................500ml

Completar com H 20 destilada................1 litro

Filtrar

Medir o pH que deve ser 7,4

PARAFORMALDEÍDO 4% EM TAMPÃO FOSFATO 0,1M


Água destilada......................50ml

Paraformaldeído...................4g

Aquecer a água destilada até 60 oC e adicionar o paraformaldeído. Agitar durante 2 minutos.

Adicionar de 3 a 5 gotas de NaOH 1N. A solução deve ficar transparente.

OBS: Manter a temperatura enquanto mistura sob agitação.

Pode ser guardado congelado por aproximadamente 1 mês.

Solução final:

50% de solução de paraformaldeído + 50% de tampão fosfato 0,2M

TÉCNICAS HISTOLOGICAS

Técnicas Histológicas

A técnica histológica visa a preparação dos tecidos destinados ao estudado à microscopia de luz. O exame ao microscópio é feito geralmente por luz transmitida, o que significa que a luz deve atravessar o objeto a ser examinado. Assim, é necessária a obtenção de fragmentos dos tecidos que serão coletados em lâminas muito finas e transparentes.

Visão Geral do Processamento de Tecidos

Os tecidos a serem processados para estudo ao microscópio devem ser preparados de modo a preservar sua estrutura original ao máximo possível. Entretanto, isso não é possível e todos os preparados apresentam artefatos, que são alterações produzidas nas células pelas técnicas utilizadas. Podemos resumir os passos das técnicas histológicas com a seguinte seqüência: fixação dos tecidos, desidratação, inclusão, microtomia (corte em fatias finas), coloração e montagem de lâminas. Essas etapas serão descritas adiante.

Fonte: http://www.fiocruz.br/ioc/cgi/cgilua.exe/sys/start.htm?infoid=1723&sid=32

OBTENÇÃO DO MATERIAL E FIXAÇÃO

Uma boa preparação histológica se inicia com o uso correto das técnicas de obtenção do material. Os cuidados devem ser observados já no sacrifício dos animais de laboratório para o estudo histológico de seus tecidos. Em se tratando de animais de laboratório o sacrifício pode ser obtido através de técnicas como, traumatismo brusco, intoxicação (overdose de anestésico) e perfusão/imersão.

Objetivos da fixação

A fixação paralisa o metabolismo celular e preserva as estruturas do tecido para os tratamentos posteriores. A fixação evita a autólise celular, impede a proliferação de microrganismos, leva ao endurecimento do tecido para que resista ao tratamentos posteriores. O fixador deve causar o mínimo de dano ao tecido e produzir o mínimo de artefatos. A escolha adequada da solução fixadora irá variar de acordo com o material que irá ser usado para a inclusão. A solução de glutaraldeido 2,5% em tampão fosfato 0,1M, pH 7,4 ou a solução “formalina neutra tamponada” (NBF) são comumente usadas. Os fixadores preservam a estrutura dos tecidos ao interagirem com os grupos aminos das proteínas, através de pontes de hidrogênio. O glutaraldeido possui dois grupos aldeídos um em cada extremidade de sua estrutura molecular que podem estabelecer pontes de hidrogênio entre as proteínas. As moléculas de formaldeído, no entanto, possuem apenas um grupamento aldeído, sendo um fixador menos eficiente para alguns tipos de proteínas.
A técnica da perfusão para lavagem e fixação do tecido.
Usando anestesia profunda, em ratos e camundongos por exemplo, uma técnica que resulta em boas preparações consiste na perfusão cardíaca. Este método simula o funcionamento do sistema circulatório, uma vez que injeta os vasos do espécime com soluções químicas e perfunde os tecidos. O processo consiste inicialmente na retirada da circulação sanguínea através de lavagem feita com uma solução salina de pH neutro. Posteriormente, processa-se então a fixação através da injeção de solução fixadora. Em ambos os casos, as soluções são impulsionadas nos vasos através de tubos que se conectam à uma bomba peristáltica e à um grande vaso do animal a ser perfundido, com o arco aórtico por exemplo. Neste ponto, é importante regular a pressão de injeção da solução, que não pode exceder a pressão do sangue, pois de outro modo, artefatos por fixação são produzidos. Outro fator importantíssimo para que a técnica da perfusão seja bem sucedida é a ausência de sangue coagulado nos vasos. Para evitar esse imprevisto, é conveniente administrar heparina diluída a 1:50 (Liquenine) ao animal 10 minutos antes da etapa de sacrifício. A filtração criteriosa das soluções também é um cuidado que evita a obstrução dos pequenos vasos e o consequente iimpedimento do fluxo da solução através dos tecidos.

A técnica de fixação por imersão
Além da perfusão cardíaca, pode-se também recorrer à fixação por imersão, ainda muito utilizada. O volume de fixador empregado deve ser 15 a 20 vezes maior que o volume do fragmento de tecido a ser fixado. O fixador inicia a sua ação da periferia para o centro do material. As porções periféricas do material são primeiramente fixadas em relação as suas porções mais internas. A boa penetração de qualquer fixador está diretamente relacionada ao tamanho e espessura do material. Entretanto, de acordo com o tipo de tecido, com a fixação de um encéfalo, por exemplo, a fixação por imersão seria um método condenável, devido à dificuldade de penetração da solução. Para estes casos sugere-se recorrer ao método da perfusão.
Protocolo Soluções

DESIDRATAÇÃO , INCLUSÃO E MICROTOMIA

Para a observação ao microscópio de luz a espessura da secção do tecido presente em uma lâmina deve ser delgada o suficiente para que possa ser atravessado por um raio de luz. Para tal os tecidos devem ser criteriosamente preparados para receber um meio endurecedor, ou seja meio de inclusão. Desta forma será possível a obtenção de cortes delgados, obtidos no processo de microtomia.
Tipos de inclusões e a importância da desidratação
A inclusão pode ser feita utilizando a parafina (mais comumente usada) e as resinas plásticas, como o glicol metacrilato. Após a fixação com as soluções aquosas de glutaraldeído ou formalina, os tecidos devem ser desidratados, uma vez que a água presente nos tecidos não é miscível em substancias apolares como a parafina e as resinas de inclusão. A desidratação será feita através de imersão numa bateria de soluções alcoólicas em concentrações graduais e crescentes. A graduação pode ser iniciada, se necessário, a partir de 50% e terminando finalmente em álcool absoluto. A graduação nas concentrações é imprescindível para que ocorra a desidratação homogenia dos tecidos, evitando que ocorram danos na estrutura tecidual.
Algumas particularidades podem ser citadas quanto ao material de inclusão. caso de parafinas, o tecido deve ser tratado com uma substância de transição. A inclusão em parafina é precedida pelo uso de substâncias químicas como o xilol, este miscível tanto em álcool quanto em parafina. Após a remoção do álcool, o tecido passa por uma infiltração em parafina líquida, esta mantida em estufa a 56°C (ponto de fusão) e posteriormente o mesmo é transferido para o molde contendo parafina líquida. Em poucos minutos a parafina endurecerá e obter-se-á portanto, o "bloco" de parafina contento o fragmento do tecido em seu interior. No caso da inclusão em resina como o glicol metacrilato, o tecido é infiltrado com uma resina de infiltração por uma noite, e então incluído no molde contendo a resina ainda líquida, sendo que esta endurece após algumas horas. Como no caso da parafina, após o endurecimento, obtém-se um bloco de resina que contém o fragmento de tecido em seu interior. Os blocos serão a partir desta etapa levados para a microtomia e consequente obtenção das secções, que serão então coletadas em lâminas de vidro. No caso de inclusão em parafina, após a microtomia, o tecido é tratado com xilol novamente para remoção da parafina e reidratado, para que possa ser submetido à coloração.

Fonte: http://www.fiocruz.br/ioc/cgi/cgilua.exe/sys/start.htm?infoid=1723&sid=32

Os cortes de tecidos apresentam-se incolores após a microtomia. A coloração visa contrastar as estruturas teciduais. A ação da maioria dos corantes se baseia na interação entre os radicais ácidos ou básicos dos elementos químicos dos mesmos com os dos tecidos. No entanto existem outros tipos de corantes, como será descrito adiante.

Corantes Ácidos e Básicos
Eosina e Hematoxilina: A hematoxilina é um corante básico que carrega uma carga positiva na porção da molécula que irá conferir cor ao tecido. Corantes básicos reagem com componente aniônicos das células e tecidos, os quais incluem grupos fosfatos, ácidos nucléicos, grupos sulfatos de glicosaminoglicanas e grupos carboxila das proteínas. A habilidade de grupos aniônicos reagirem com corantes básicos é chamada basofilia, estruturas celulares que se coram com corantes básicos são denominadas basófilas. Estruturas celulares que podem ser coradas com corantes básicos incluem heterocromatina, nucléolo, RNA ribossômico, matriz extracelular da cartilagem. A hematoxilina cora geralmente as estruturas em azul. Corantes ácidos reagem com componentes catiônicos das células e tecidos. Quando usados juntamente com corantes básicos como a hematoxilina, coram o citoplasma, filamentos citoplasmáticos e fibras extracelulares. A eosina geralmente cora as estruturas em vermelho ou rosa.
Outros exemplos:corantes ácidos: fucsina ácida, azul de anilina e orange G; básicos: azul de metileno, verde metil e azul de toluidina.

Outras técnicas de coloração
Hematoxilina e eosina são corantes adequados para evidenciar características estruturais, mas eles não são capazes de revelar todos componentes celulares. Outras técnicas de coloração são disponíveis para evidenciar diferentes componentes.
Coloração pela prata – Algumas substâncias intra e extracelulares promovem a redução do nitrato de prata que formam precipitados negros em estruturas como fibras reticulares dos linfonodos, por exemplo.
Associação de corantes - É a somatória de corantes diferentes, como o Tricrômico de Gomori, que usa verde luz, cromotropo 2R e hematoxilina
Após a coloração as lâminas são montadas ou seja, os fragmentos são protegidos pela cobertura com lamínulas de vidro. Esta é colada na lâmina através de substâncias selantes como por exemplo o Entellan. Após a secagem, as lâminas podem ser observadas ao microscópio de luz.

 Pele colorada vista ao microscópio óptico. Fonte: http://www.fiocruz.br/ioc/cgi/cgilua.exe/sys/start.htm?infoid=1723&sid=32

Fontes:

http://www.fiocruz.br/ioc/cgi/cgilua.exe/sys/start.htm?infoid=1723&sid=32

http://www.icb.ufmg.br/mor/pad-morf/histologicabasica.htm

http://www.anatomohistologia.uns.edu.ar/plantilla.asp?zona=modtecni

CAMADAS DA PELE

Camada basal
Formada por células prismáticas ou cubóides, basófilas, encontradas sobre a membrana basal que separa a epiderme da derme (porção epitelial intermediária). Esta camada, por ser rica em células-tronco, também recebe o nome de germinativa. Apresenta intensa atividade de mitose, sendo responsável, juntamente com a camada seguinte (camada espinhosa), pela contínua renovação da epiderme. Estima-se que a epiderme dos humanos se renove a cada 15 a 30 dias, dependendo do local e idade da pessoa. As células desta camada possuem filamentos intermediários de queratina, que se tornam mais numerosos ao passo que a célula avança em direção à superfície.

Camada espinhosa

Composta por células cubóides, ou levemente achatadas, com núcleo localizado centralmente, citoplasma com expansões citoplasmáticas se aproximam e se mantêm unidas com as células ao redor através dos desmossomos, dando às células um aspecto espinhoso. Existe também tonofilamentos que se inserem nos espessamentos citoplasmáticos dos desmossomos. Tanto o filamento de queratina quanto os desmossosomos desempenham importante papel na manutenção da coesão entre as células da epiderme e na resistência ao atrito. Nesta camada também estão presentes células tronco dos queratinócitos, sendo que as mitoses ocorrem na camada basal e, em menor quantidade, na camada espinhosa.

Camada granulosa

Possui apenas 3-5 fileiras de células poligonais achatadas, núcleo central e citoplasma carregado de grânulos basófilos, conhecidos como grânulos queratino-hialina. Estes contêm uma proteína rica em histidina fosforilada e também proteínas contendo cistina. Através da microscopia eletrônica, podem ser visualizados os grânulos lamelares, que se fundem com a camada granulosa, onde há a deposição de um material lipídico, contribuindo para a formação de uma barreira contra a penetração de substâncias e torna a pele impermeável à água, impedindo a desidratação do organismo.

Camada lúcida

Esta camada é mais evidente na pele espessa e é formada por uma fina camada de células achatadas, eosinofílicas e translúcidas, cujos núcleos e organelas foram digeridos por enzimas dos lisossomos e desapareceram. Estão presentes no citoplasma filamentos de queratina, compactados e envolvidos por material elétron-denso.

Camada córnea

Possui espessura muito variável e é constituída por células achatadas, mortas e anucleadas. O citoplasma apresenta-se cheio de queratina. Esta possui, no mínimo, seis polipeptídeos distintos; a composição dos tonofilamentos são modificados a medida que os queratinócitos se diferenciam. As células da camada basal apresentam queratina de baixo peso molecular, enquanto os queratinócitos mais diferenciados sintetizam queratinas de peso molecular maior. Na camada córnea os tonofilamentos se aglutinam juntamente com a matriz formada pelos grânulos de querato-hialina. Nesta fase, os queratinócitos estão transformados em placas sem vida descamando continuamente.

Todas as camadas descritas acima estão presentes na epiderme na sua maior complexidade, que é na pele espessa. Já na pele fina, frequentemente estão ausentes as camadas granulosa e lúcida, com uma camada córnea bem reduzida.

Fontes:

http://pt.wikipedia.org/wiki/Epiderme
http://www.dermatologia.net/novo/base/pelenormal.shtml
http://www.infoescola.com/wp-content/uploads/2010/03/camadas-da-pele.jpg
Histologia Básica – Luiz C. Junqueira e José Carneiro. Editora Guanabara Koogan S.A. (10° Ed), 2004.

Atlas Virtual de Histologia: Nº 10 - Pele e anexos

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PELE

A pele apresenta uma estrutura com duas camadas distintas, a epiderme e a derme.
A epiderme é a camada mais externa, sendo formada por tecido epitelial. A epiderme é formada por cinco camadas: estrato córneo, estrato lúcido, estrato granuloso, estrato espinhoso e estrato germinativo.
A camada mais externa é o extrato córneo, que é constituído por células mortas ricas em queratina. Suas células são muito achatadas, lembrando escamas. Essa camada funciona como uma barreira contra patógenos e agentes químicos. Sua espessura pode variar, sendo maior nas mãos e pés, que são partes que sofrem com o atrito e peso. O extrato córneo encontra-se em constante descamação.
A epiderme é uma das três porções epiteliais que recobre a superfície do corpo, sendo a que está localizada externamente. É diferenciada em pele fina e pele espessa, dependendo de sua espessura.
A pele espessa é encontrada na palma das mãos e na planta dos pés; a pele fina protege todo o resto do corpo.
Seu epitélio é do tipo estratificado pavimentoso queratinizado, sendo que as células mais abundantes nesta região são os queratinócitos. Outros três tipos celulares também são ali observados:

Melanócitos: originárias das cristas neurais do embrião, invadindo a pele entre a 12° e a 14° semanas de vida intra-uterina. São produtoras do pigmento melanina;
Células de Langerhans;
Células de Merkel;
Nas regiões mais espessas (pele espessa), a epiderme atinge espessura de até 1,5 mm e apresenta cinco camadas, da derme para fora:

A pele apresenta uma estrutura com duas camadas distintas, a epiderme e a derme.
A epiderme é a camada mais externa, sendo formada por tecido epitelial. A epiderme é formada por cinco camadas: estrato córneo, estrato lúcido, estrato granuloso, estrato espinhoso e estrato germinativo.
A camada mais externa é o extrato córneo, que é constituído por células mortas ricas em queratina. Suas células são muito achatadas, lembrando escamas. Essa camada funciona como uma barreira contra patógenos e agentes químicos. Sua espessura pode variar, sendo maior nas mãos e pés, que são partes que sofrem com o atrito e peso. O extrato córneo encontra-se em constante descamação.

A epiderme é uma das três porções epiteliais que recobre a superfície do corpo, sendo a que está localizada externamente. É diferenciada em pele fina e pele espessa, dependendo de sua espessura. 

A pele espessa é encontrada na palma das mãos e na planta dos pés; a pele fina protege todo o resto do corpo.

Seu epitélio é do tipo estratificado pavimentoso queratinizado, sendo que as células mais abundantes nesta região são os queratinócitos. Outros três tipos celulares também são ali observados:

Melanócitos: originárias das cristas neurais do embrião, invadindo a pele entre a 12° e a 14° semanas de vida intra-uterina. São produtoras do pigmento melanina;

Células de Langerhans;

Células de Merkel;

Nas regiões mais espessas (pele espessa), a epiderme atinge espessura de até 1,5 mm e apresenta cinco camadas, da derme para fora:

TECIDO EPITELIAL

Tecido epitelial

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